مهار زیستی نماتد ریشه گرهی کیوی (Meloidogyne incognita) با استفاده از باکتری‌های پروبیوتیک

نوع مقاله : مقاله پژوهشی

نویسندگان

1 دانشیار، گروه گیاه‌پزشکی، دانشکده علوم کشاورزی، دانشگاه گیلان، رشت، گیلان، ایران.

2 دانشجوی دکتری تخصصی بیماری‌شناسی گیاهی، گروه گیاه‌پزشکی دانشکده کشاورزی دانشگاه گیلان، رشت، گیلان، ایران.

3 مربی، گروه گیاه‌پزشکی، دانشکده علوم کشاورزی، دانشگاه گیلان، رشت، گیلان، ایران.

4 دانشیار، گروه گیاه‌پزشکی، دانشکده کشاورزی، دانشگاه ولی عصر رفسنجان، رفسنجان، ایران.

10.22092/bcpp.2024.364564.358

چکیده

نماتدهای ریشه گرهی (.Meloidogyne spp) از مهمترین نماتدهای خسارتزا در بین نماتدهای انگل گیاهی بوده و خسارت قابل توجهی به محصولات کشاورزی وارد می­نمایند. باکتری­های پروبیوتیک، با اثرگذاری مستقیم بر بیمارگرها و القای مقاومت و تحریک رشد گیاهان، ازکارایی بالایی جهت کنترل بیماری­های گیاهی برخوردارند. در این تحقیق، از سه گونه پروبیوتیک Pseudomonas chlororaphis RO1، Bacillus subtilis RO9 وBacillus subtilis RO8  جهت کنترل نماتد ریشه گرهی کیوی در شرایط آزمایشگاه،گلخانه و باغ استفاده گردید. شاخص­های آلودگی به نماتد شامل تعداد گال، توده تخم، جمعیت لارو و تخم در هر گرم ریشه، تعداد لاروهای سن دوم در صد گرم خاک و فاکتور تولیدمثل مورد ارزیابی قرار گرفتند. بررسی گلخانه­ای در قالب طرح کاملاً تصادفی با 11 تیمار و سه تکرار برای هر مرحله و آزمایش باغی در قالب بلوک­های کامل تصادفی با چهار تیمار و سه تکرار در باغ کیوی واقع در منطقه پاشاکی از توابع شهرستان سیاهکل اجرا شد. جمعیت نماتدها در خاک و ریشه قبل از اعمال تیمارها و در پایان تحقیق مورد بررسی قرار گرفت. نتایج نشان داد که تمامی تیمارها در کنترل شاخص­های آلودگی به نماتد موفق عمل نموده و با تیمار شاهد دارای اختلاف معنی­دار بودند. در شرایط آزمایشگاهی، باکتریB. subtilis RO9  با ایجاد 8/48 درصد مرگ و میر در لاروها ، بیشترین تأثیر را از خود نشان داد. همچنین در شرایط گلخانه، کاربرد مجدد باکتری­های RO9 B. subtilis و RO1  P. chlororaphis منجر به کاهش چشمگیری در تعداد گال، توده تخم و جمعیت لارو سن دوم نماتد در خاک و همچنین جمعیت تخم و لارو نماتد در ریشه گردید. نتایج آزمایش باغی نشان داد که بعد از نماتدکش راگبی، باکتری RO9 B. subtilis (2/41%) در کاهش جمعیت تخم و لارو در ریشه موثرتر از باکتری RO1 P. chlororaphis (1/%31) بوده است. باکتری RO1 P. chlororaphis در کاهش جمعیت لاروهای سن دوم در خاک و تعداد گال در ریشه (3/32%، 3/47 %)، بعد از نماتدکش راگبی، بهترین اثر را داشت. در کاهش فاکتور تولید مثل، هر دو جدایه باکتری (64/0 و 7/0) با تفاوت کمی نسبت به نماتدکش راگبی (41/0)، عملکرد مطلوبی از خود نشان دادند. در مراحل آزمایشگاهی و گلخانه­ای، اثر تیمار تلفیقی (کاربرد توأم دو باکتریRO1  و RO9) نسبت به کاربرد هر یک از آنها به تنهایی، روی شاخص­های بیماری­زایی نماتد قابل توجه نبود. نتایج این پژوهش نشان داد که استفاده از باکتری­های پروبیوتیک P. chlororaphis RO1 و  B .s subtilis RO9در دو نوبت کاربرد می‌تواند در کنترل نماتد مورد توجه قرار گرفته و جا دارد که اثر باکتری روی خسارت نماتد و شاخص­های عملکرد گیاه بررسی شود. 

کلیدواژه‌ها

موضوعات


Anonymous. 2011. Agriculture data collection, Ministry of Agriculture. Planning and Economic Assistance, Office of Statistics and Information Technology, Tehran, Iran.
Abd–El–Khair, H., El–Nagdi, W.M.A., Youssef, M.M.A., A. Abd–Elgawad, M.M.M. & Dawood, M.G. 2019. Protective effect of Bacillus subtilis, B. pumilus, and Pseudomonas fluorescens isolates against root knot nematode Meloidogyne incognita on cowpea. Bulletin of the National Research Centre. https://doi.org/10.1186/s42269–019–0108–8.
Alizadeh, M., Vasebi, Y. & Safaie, N. 2020. Microbial antagonists against plant pathogens in Iran: A review. Open Agriculture 5(1): 404–440.
Ashoub, A. & Amara, H. 2010. Biocontrol activity of some bacterial genera against root–knot nematode, Meloidogyne incognita. Journal of American Science, 6(10): 321–328.
Bashiri, S., Jamali, S., Golmohammadi, M. & Tanhamaafi, Z. 2012. Effect of antagonistic bacteria on kiwifruit rhizosphere in control of root knot nematode (Meloidogyne spp.). University of Guilan. The thesis of master. (In Persian with English Summary). 
Bent, E., Loffredo, A., McKenry, M.V. Becker, J.O. & Borneman, J. 2008. Detection and investigation of soil biological activity against Meloidogyne incognita. Journal of Nematology, 40(2): 109–118.
Bybd, D.W., Kirkpatrick, T. & Barker, K.R. 1983. An improved technique forclearing and staining plant tissues for detection of nematodes. Nematology, 15(1): 142–143.
Chen, J., Abawi G.S. & Zuckerman, B.M. 2000. Efficacy of Bacillus thurigensis, Paecilomyces marquandii, and Streptomyces costaricanus with and without organic amendments against Meloidogyne hapla infecting lettuce. Nematology, 32: 70–77
Chinheya, C.C., Yobo, K. S. & Laing, M.D. 2017. Biological control of the root knot nematode, Meloidogyne javanica (Chitwood) using Bacillus isolates, on soybean. Biological Control, 109: 37–41.
Compant, S., Duffy, B., Nowak, J., Clément, C. & Barka E.A. 2005. Use of Plant Growth–Promoting Bacteria for Biocontrol of Plant Diseases: Principles, Mechanisms of Action, and Future Prospects. Applied and Environmental Microbiology, 71: 4951–4959. https://doi.org/10.1128/AEM.71.9.4951–4959.
Eisenback, J.D., Hirschmann, H., Sasser, J.N. & Triantaphyllou, A.C. 1981. A guide to the four most common species of root–knot nematodes (Meloidogyne spp.), with a pictorial key, p. 52.
Engelbrecht, G., Horak, I., Peet, J., van Rensburg, J. & Claassens, S. 2018. Bacillus–based bionematicides: Development, modes of action and commercialization. Biocontrol Science and Technology, 28(7): 629–653.
Forghani, F. & Hajihassani, A. 2020. Recent advances in the development of environmentally benign treatments to control root–knot nematodes. Frontiers in Plant Science, 11: 1125. https://doi.org/10.3389/fpls.2020.01125.
Hartman, K.M. & Sasser, J.N. 1985. Identification of Meloidogyne species on the basis of differential host test and perineal–pattern morphology. pp. 69–77. In: K. R. Barker, C.C. Carter and J.N. Sasser (eds.), An Advanced Treatise on Meloidogyne. Vol. 2, Methodology. North Carolina State University, Graphics.
Hojjat Jalali, A.A. & Ghasempour, H. 2006. Biological control of plant parasitic nematodes, progress, problems and perspectives (Compilation: Graham, R Stirlling). Razi University of Kermanshah Publication, First Edition, 350p. (In Persian with English Summary).
Hussey, R.S. & Barker, K.R. 1973. A comparison of methods of collecting inocula of Meloidogyne spp. including a new technique. Plant Disease Reporter, 57: 1025–1028.
Joseph, B., Patra, R.R. & Lawrence, R. 2007. Characterization of plant growth promoting rhizobacteria associated with chickpea (Cicer arietinum L.). International Journal of Plant Production, 1(2): 141–151.
Kavitha, P.G., Jonathan, E.I. & Nakkeeran, S. 2012. Effects of crude antibiotic of Bacillus subtilis on hatching of eggs and mortality of juveniles of Meloidogyne incognita. Nematologia Mediterranea, 40: 203–206.
Khan, M.R. & Tarannum, Z.1999. Effects of field application of various microorganisms on Meloidogyne incognita on tomato. Nematologia Mediterranea, 2: 7233–238.
Kim, H. &. Misaghi, I.J. 1996. Biocontrol Performance of Two Isolates of Pseudomonas fluorescens in Modified Soil Atmospheres. Phytopathology, 86: 1238–1241. DOI: 10.1094/Phyto–86–1238.
Kokalis–Burelle, N. & Samac, D.A. 2003. Use of gram–positive bacteria as biological control agents for plant parasitic nematodes. J. Nematol, 35: 347–348 (Abstr.).
Kokalis–Burelle, N. & Dickson, D.W. 2003. Effect of soil fumigants and BioYeildTM on root–knot nematode incidence and yield of tomato. In Proceedings of international research conference on methyl bromide: alternatives and emissions reductions. SaN Diego. pp 50.51– 50–53.
Lee, J.H., Ma, K.C., Juko, S., Kang, B.R., Kim, S. & Kim, Y.C. 2011. Nematicidal activity of a nonpathogenic biocontrol bacterium Pseudomonas chlororaphis 06. Current Microbiology, 62(3): 746–751.
Liao, C.H. & Shollenberger, L.M. 2003. Survivability and long–term preservation of bacteria in water and in phosphate–buffered saline. Letters in Applied Microbiology, 37(1): 47–50.
Maciag, T., Kozieł, E., Rusin, P., Otulak–Kozieł, K., Jafra, S. & Czajkowski, R. 2023. Microbial Consortia for Plant Protection against Diseases: More than the Sum of Its Parts.International Journal of Molecular Sciences, 24: 12227. https://doi.org/10.3390/ijms241512227
Majzoob, S.H., Karegar Bideh, A. Taghavi, M. & Hamzeh Zarghani, H.A. 2012. Evaluation of rhizobacteria for antagonistic activity against root–knot nematode, Meloidogyne javanica on cucumber, under greenhouse condition. Iranian Journal of Plant Pathology, 48:69–84.
Manikanda, R., Saravanakumar, D. Rajendran, L. Raguchander, T. & Samiyappan, R. 2010. Standardization of liquid formulation of Pseudomonas fluorescens Pf1 for its efficacy against Fusarium wilt of tomato. Biological control, 54: 83–89.
Meyer, S.L.F. 2003. Management of plant parasitic nematodes. Pest Management science, 59: 665–670.
Mhatre, P.H., Karthik, C., Kadirvelu, K., Divya, K.L., Venkatasalam, E.P., Srinivasan, S., Shanmuganathan, R. 2019. Plant growth promoting rhizobacteria (PGPR): a potential alternative tool for nematodes bio–control. Biocatal Agri Biotechnol, 17: 119–128. https://doi.org/10.1016/j.bcab.2018.11.009.
Migunova, V.D. & Sasanelli, N. 2021. Bacteria as biocontrol tool against phytoparasitic nematodes. Plants, 10(2): 389. https://doi.org/10.3390/plants1002.0389.
Monazam, K. Jamali, S. & Alimi, M. 2022. Efficacy of Pseudomonas and Streptomyces strains on control of root knot nematode (Meloidogyne incognita) in tomato under greenhouse conditions. Iranian Journal of Nematology / Vol. 1 / No. 1 / 2022 / 118–127. (In Persian with English Summary).
Nam, H.S., Anderson, A.J. & Kim, Y.C. 2018. Biocontrol Efficacy of Formulated Pseudomonas chlororaphis O6 against Plant Diseases and Root–Knot Nematodes. The Plant Pathology Journal, 34(3): 241–249. https://doi.org/10.5423/PPJ.NT.12.2017.0264.
Padgham, J. & Sikora, R.A. 2007. Biological control potential and modes of action of Bacillus megaterium against Meloidogyne graminicola on rice. Crop Protection, 26: 971–977.
Sattar, Q.A. & Umar, D.M. 2011. Optimization of cultural conditions for protease production by Bacillus subtilis EFRL 01. African Journal of Biotechnology, 10(26): 5173–5181.
Schaad, N.W., Jones, J.B. & Chun, W. 2001. Laboratory guid for identification of plant pathogenic bacteria (Third edition). APS Press. 373 pp.
Sikora, R.A., Schafer, K. & Dababat, A.A. 2007. Modes of action associated with microbial Induced in planta suppression of plant–parasitic nematodes. Australasian Plant Pathology, 36: 124–134.
Soliman, G.M., Ameen, H.H., Abdel–Aziz, S.M. & El–Sayed, G.M. 2019. In vitro evaluation of some isolated bacteria against the plant parasite nematode Meloidogyne incognita. Bulletin of the National Research Centre, 43: 171.
Southey, J.F. 1970. Laboratory methods for work with plant and soil nematodes. Ministry of Agriculture, Fisheries and Food. London, 72pp.
Tanhamaafi, Z. & Mahdavian, S.I. 1997. Identification of species and races of Root–knot Nematode (Meloidogyne spp.) on kiwi and effect of M. incognita on kiwi seedling. Pests and Plant Diseases of Iran, 65: 1–11. (In Persian with English Summary). 
Terefe, M., Tefera, T. & Sakhuja, P.K. 2009. Effect of a formulation of Bacillus firmus on root knot nematode Meloidogyne incognita infestation and the growth of tomato plants in the greenhouse and nursery. Journal Invertebrate Pathology, 100: 94–99.
Weller, D.M. 1988. Biological control of soilborne plant pathogens in the rhizosphere with bacteria. Annual Review Phytopathology, 26: 279–407.
Whitehead, A.G. & Hemming, J.R. 1965. A comparison of some quantitative methods of extracting small vermiform nematodes from soil. Annual Applied Biology, 55: 25–38.
Yahyavi Azad, A., Hosseinikhah Choshali, A. & Seyyed Ghasemi, S.S. 2023. Effect of Bacillus subtilis and chitosan in Biological Control of Root–knot Nematode, Meloidogyne incognita on Tomato. Biocontrol in Plant 163 Protection, 10(2): 153-163. (In Persian with English Summary).