تاثیر عصاره های گیاهی بر بیماری زایی نماتد مولد غده Meloidogyne sp. در خیارگلخانه ای (Cucumis sativus)

نوع مقاله : مقاله پژوهشی

نویسندگان

1 دانشجو کارشناسی ارشد، گروه علوم و مهندسی باغبانی، دانشکده کشاورزی و منابع طبیعی، دانشگاه اردکان، یزد، ایران.

2 دانشیار بیماری شناسی گیاهی، عضو هیئت علمی علوم و مهندسی باغبانی، دانشکده کشاورزی و منابع طبیعی، دانشگاه اردکان

3 دانشیار، گروه علوم و مهندسی باغبانی، دانشکده کشاورزی و منابع طبیعی، دانشگاه اردکان، یزد، ایران.

10.22092/bcpp.2025.368125.384

چکیده

نماتدهای گونه Meloidoyne sp. از مهم­ترین نماتدهای خسارت­زای محصولات گلخانه، زراعی و باغی می­باشند. به­ دلیل خاصیت آفت­ کشی عصاره و فرآورده‌های بسیاری از گیاهان، می‌توان از آنها در کنترل آفات و بیماری‌های گیاهی بهره برد، این مواد گیاهی به سادگی قابل تهیه و بی‌خطر بوده، و دوست دار محیط زیست هستند. این مطالعه در قالب طرح کاملا تصادفی و در چهار تکرار انجام گرفت که در آن از پنج نوع عصاره آبی گیاه (آنغوزهFerula assa–foetida L، زیتون تلخ Melia azedarach، ، مرزه Satureja hortensis، گل جعفری Tagetes patula و چای ترش  Hibiscus Sabdariffa) استفاده شد. ابتدا، تأثیر این عصاره‌ها در محیط آزمایشگاه بر روی لارو و تخم نماتد و در گلخانه بر روی شاخص بیماری‌زایی نماتد انجام و سپس در بخشی دیگر آزمون عصاره‌های گیاهی بر میزان فعالیت آنزیم‌های دفاعی (پروتئین کل، کاتالاز و پراکسیداز) در گیاه خیارگلخانه ­ای (رقم نگین) بررسی شد.  نتایج نشان داد که کلیه تیمارهای مورد بررسی سبب افزایش مرگ و میر لاروها در زمان‌های 24 و 48 ساعت  بعد از آزمایش شدند. از بین عصاره‌های مورد بررسی، گل جعفری،  بیشترین درصد مرگ و میر لاروها را در 24 ساعت اول، در تمام غلظت‌ها نشان داد. در 24 ساعت دوم (48 ساعت بعد از شروع آزمون) نیز تمام غلظت‌های عصارۀ گل جعفری (0، 5، 15، 25 و 50 درصد)، در مقایسه با سایر عصاره‌ها بیشترین تأثیر را بر مرگ و میر لاروهای نماتد داشتند به طوری­که غلظت‌های 50 و 25 درصد به­ ترتیب سبب مرگ 100 و 82/5 درصدی لاروهای نماتد شدند. در بین عصاره‌های گیاهی، بیشترین بازدارندگی به ترتیب مربوط به عصارۀ گل جعفری با بازدارندگی 90%، عصارۀ آنغوزه با بازدارندگی 73/50 درصد، عصارۀ زیتون تلخ با بازدارندگی 67/52 درصد و عصارۀ چای ترش با بازدارندگی 65/21 درصد بود. در گلخانه، پس از گذشت 45 روز اثر سطوح مختلف عصاره‌های گیاهی بر دو فاکتور شاخص گال و تعداد لارو سن دوم در 200 گرم خاک مورد ارزیابی قرار گرفت. تمامی تیمارهای اعمال شده تعداد لارو موجود در خاک را به طور معنی داری در مقایسه با شاهد (348 لارو) کاهش دادند. کمترین تعداد لارو در بین تیمارهای اعمال شده مربوط به غلظت 100% عصارۀ گل جعفری با تعداد 41/67 عدد لارو بود. نتایج اندازه­گیری میزان پروتئین نشان داد که بیشترین میزان پروتئین به ­ترتیب مربوط به غلظت 100 درصد عصارۀ گل جعفری به همراه نماتد (در روز پانزدهم) به میزان پروتئین 1/99 میلی­ گرم در لیتر، و سپس غلظت 75 درصد عصاره به همراه نماتد به میزان 1/63 میلی ­گرم در لیتر بود. بیشترین میزان فعالیت آنزیم پراکسیداز و کاتالاز، در غلظت 100 درصد عصارۀگل جعفری به همراه نماتد، به ­ترتیب به میزان ΔOD/Min/mg protein 3/93 و 5/34 مشاهده شد و در بین روزهای نمونه برداری بیشترین میزان فعالیت هر دو آنزیم پراکسیداز و کاتالاز در روز پانزدهم صورت گرفت. براساس نتایج، بعد از عصارۀ گل جعفری، عصارۀ آبی آنغوزه دارای اثر نماتدکشی مطلوبی در مقایسه با عصاره سایر گیاهان مورد مطالعه بود. بر اساس نتایج این مطالعه از عصاره‌های گل جعفری و آنغوزه می‌توان در برنامه‌های کنترل تلفیقی آفات و بیماری­های گیاهی استفاده کرد.

کلیدواژه‌ها

موضوعات


Abdolmaleki, M., Bahraminejad, S., Salari, M., Abbasi, S. & Panjeke, N. 2011. Antifungal activity of peppermint (Mentha piperita L.) on phytopathogenic fungi. Journal of medicinal Plants, 10(38): 26–34.
Abutorabi, A. 2022. Planting parsley as a trap plant to control root–knot nematode (Meloidogyne spp.) population in greenhouse crops. Extension magazine of greenhouse vegetables, 5(1): 43–50.
Adomako J. & Kwoseh CK. 2013. Effect of Castor bean (Ricinus communis L.) aqueous extracts on the performance of root–knot nematodes (Meloidogyne spp.) on tomato (Solanum lycopersicum ). Journal of Science & Technology, 3(1): 1–11.
Akbari Moghadam, E., Saberi–Riseh, R., Khodaygan, P. & Alaei, H. 2018. 'The effect of some bacteria strains on cucumber defense reactions for controlling of Fusarium stem & root rot disease', BioControl in Plant Protection, 6(1): 29–42.
Andrea, M., 1998. Superoxide dismutase & catalase activities in apple fruit during ripening & postharvest & with special reference to ethylene. Physiologia Plantarum, 10(4): 668–672.
Ardakani, A.S., Gaur, H.S. & Kamra A. Mohan, S. 2009. Impact of Azadirachta indica (neem) seed & kernel extracts on Meloidogyne incognita, Cephalobus persegnis & Heterorhabditis indica in vitro. International Journal of Nematology, 19(1): 87–95.
Bradford, M.M. 1976. A rapid & sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein–dye binding. Analytical biochemistry, 72(1–2): 248–254.
Chandru, H.K., Kim, E., Kuk, Y., Cho, K. & Han, O. 2003. Kinetics of wound–induced activation of antioxidative enzymes in Oryza sativa: differential activation at different growth stages. Plant Science, 164(6): 935–941.
Chitwood, D.J. 2002. Phytochemical based strategies for nematode control. Annual Review of Phytopathology. 40: 221–249.
Damadzadeh, M. 2007. Nematology in Agriculture. Andishe Gostar Publisher, Esfehan. 199–201.
Das, S., Demason, D.A., Ehlers, J.D., Jeffrey, D., Close, T.J. & Roberts, P.A. 2008. Histological characterization of root–knot nematode resistance in cowpea & its relation to reactive oxygen species modulation, J. Exp. Bot. 59: 1313–1305.
Delavar, H., Saharkhiz, M. & Kazerani, N. 2014. 'Essential oil analysis & phytotoxic activity of Ferula assa–foetida L.', Iranian Journal of Medicinal & Aromatic Plants Research, 30(3): 433–444.
Du, Z. & Bramlage, W.J. 1995. Peroxidative activity of apple peel in relation to development of poststorage disorders. HortScience, 30(2): 205–209.
Eisenback, J.D. 1985. Detailed morphology & anatomy of second_stage juveniles, males, & females of the genus Meloidogyne (Root_knot nematode). An advanced treatise on Meloidogyne, 1: 47–77.‏
Eskandarzadeh, N., Moslehi, S. & Vaez, N. 2020. 'Evaluation of the Effects of Thorne–apple & Henbane on Egg Hatching & Mortality of Juveniles of Meloidogyne javanica', Journal of Applied Research in Plant Protection, 9(2): 45–60.
Farhadi, A., Youssefi, M. & Abouhosseini tabari, M. 2016. Evaluation of the Anticestode & Antinematode Effects of the Methanol Extract of Ferula Asafoetida on Experim entally Infected Rats. J Babol Univ Med Sci, 18(6): 47–51.
Gholamnejad, J, Etebarian, HR, Sahebani, NA. & Roustaee A. 2009. Characterization of biocontrol activity of two yeast strains from Iran against blue mould of apple in order to reduce the environmental pollution. Journal of International Environmental Application & Science, 4(1): 28–36.
Gholamnezhad, J. 2019. Effect of plant extracts on activity of some defense enzymes of apple fruit in interaction with Botrytis cinerea. Journal of Integrative Agriculture, 17(0): 1–10.
Gholamnejad, J. 2017. Investigation of the inhibitory effect of the aqueous extract of the Angoze plant on the fungus causing apple gray mold, Botrytis cinerea, First National Conference on Agriculture, Natural Resources.
Gong, M., Li, Y.J., Dai, X., Tian, M. & Li, Z.G. 1997. Involvement of calcium & calmodulin in the acquisition of heat–shock induced thermotolerance in maize seedlings. Journal of Plant Physiology, 150(5): 615–621.
Guetsky, R., Shtienberg, D., Elad, Y., Fischer, E. & Dinoor, A. 2002. Improving biological control by combining biocontrol agents each with several mechanisms of disease suppression. Phytopathology, 92: 976–985.
Haji Allahvardipour, H. & Marzban, R. 2023. Evaluating the efficiency of the nematode Steinernema carpocapsae & the bacterium Bacillus thuringiensis in controlling the elm leaf–eating beetle (Xanthogaleruca luteola) in laboratory conditions. Medicinal plant, 46(1): 25–37.
Hussey, R.S. & Barker, K.R. 1973. A comparison of methods of collecting inocula of Meloidogyne spp., including a new technique. Plant Disease Reporter, 57: 1025–1028.
Linford, M.B., Yap, F. & Oliveira, J.M. 1938. Reduction of soil populations of the root–knot nematode during decomposition of organic matter. Soil Science, 45(2): 127–142.
Maksimov, I.V., Yarullina, L.G., Burkhanova, G.F. & Zaikina, E.A. 2013. Relationship between the aggressiveness & catalase activity of Septoria nodorum Berk. in wheat Biology Bulletin, 40(5): 441–446.
Mohamed, M.A.H., Haris, P.J.C. & Handerson, J. 2000. In vitro selection & characterization of adrought tolerant clone of Tagetes minuta. Plant Science, 159: 213–222.
Naserinasab, F., Heydari, R., Sanjarian, F. & Rakhshandeh–Ro, F. 2019. Investigation of the effect of aqueous extract of green walnut fruit peel on the control of root–knot nematode Meloidogyne javanica and growth traits in tomato plants', Bi–Quarterly Journal of Plant Disease Research, 6(1): 1–16.
Naserinasab, F., Heydari, R., Sanjarian, F. & Rakhshandehroo, F. 2018. 'Investigation of the defense genes expression of Phenylalanine Ammoniumase and Peroxidase in interaction with Neem extract of and Meloidogyne javanica nematodes in tomato', Cell and Tissue Journal, 9(4): 360–377.
Nelmes, A. J. 1970. Behavioral responses of Heterodera rostochiensis larvae to aldicarb & its sulfoxide & sulfone. Journal of Nematology, 2: 223–227.
Oka, Y., Tkachi, N., Shuker, S. & Yermiyahu, U. 2007. Enhanced nematicidal activity of organic & inorganic ammonia–releasing amendments by Azadirachta indica extracts. Journal of Nematiology, 39: 9–16.
Oliveira, J.T.A., Andrade, N.C., Martins–Miranda A.S., Soares A.A., Gondim D.M.F., Araújo–Filho J.H., Freire–Filho F.R. & Vasconcelo I.M. 2012. Differential expression of antioxidant enzymes & PR–proteins in compatible & incompatible interactions of cowpea (Vigna unguiculata) & the root–knot nematode Meloidogyne incognita. Plant Physiology & Biochemistry, 51: 145–152.
Ranjitsingh, K.N. & Sucheta, K.R. 2009. Effect of root extracts to control root knot nematode (Meloidogyne spp) of Soybean (Glycine max). Biological Forum– An International Journal, 1(1): 65– 68.
Reuveni, R. (2017). Biochemical markers for disease resistance. In Molecular methods in plant pathology, 99–114.
Sun, M.H., Gao, L., Shi, Y.X., Li, B.J. & Liu, X.Z. 2006. Fungi & actinomycetes associated with Meloidogyne spp. eggs & females in China & their biocontrol potential. Journal of Invertebrate Pathology, 93: 22–28.
Tommasi, S. 2008.  Molecular & in silico analysis of BRCA & BRCA variants. Mutation Research, 644: 64–70.
Wang., X., Tang, C., Zhang, G., Li, Y., Wang, C., Liu, B.Z., Zhao, J., Han, Q. & Huang, L. 2009. cDNA–AFLP analysis reveals differential gene expression in compatible interaction of wheat challenged with Puccinia striifonnis f. sp. tritici. BMC genomics, 10: 289–304.
Wrona, O., Rafińska, K., Możeński, C. & Buszewski, B. 2017. Supercritical fluid extraction of bioactive compounds from plant materials. Journal of AOAC International, 100(6): 1624–1635.